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Q: 构建稳转细胞株时,筛选抗生素的合适浓度该怎么确定?
A: 需先做预实验,设置 5-8 个浓度梯度处理未转染亲本细胞,以 3-7 天内杀死所有细胞的最低浓度作为筛选浓度;筛选期维持该浓度,稳定传代后可适当降低维持浓度,避免细胞表型变化。
Q: 细胞冻存复苏后,存活率低、状态差是什么原因?如何优化?
A: 常见原因包括冻存液配方不合适、降温速率不当、复苏时水浴温度过高、离心操作粗暴。优化可采用含 10% DMSO + 胎牛血清的标准冻存液,用程序降温盒梯度降温,复苏时 37℃快速融化后立即稀释培养基,低速离心去除 DMSO 并避免直接吹打细胞。
Q: 流式检测外泌体时,如何区分真实信号与背景噪音?有哪些质控方法?
A: 常见质控包括:1)空白对照(PBS + 同型对照抗体)确定背景阈值;2)单染对照区分荧光溢漏;3)已知粒径的荧光微球校准仪器;4)CD81/CD63 等阴性样本对照排除非特异性结合。此外,设置未染色、只加二抗的对照,可有效排除二抗的非特异性信号干扰。
Q: 外泌体 RNA 测序(exoRNA-seq)时,样本制备需要注意哪些关键点?
A: 关键控制点包括:1)严格去除细胞碎片和脂蛋白污染,建议用超速离心 + 过滤法双重纯化;2)避免 RNA 酶污染,全程使用无 RNA 酶耗材并添加抑制剂;3)低起始量优化,外泌体 RNA 总量极低,需使用专门的微量建库试剂盒;4)数据质控需关注 rRNA 残留率,外泌体中 rRNA 含量通常极低,若过高提示样本污染。
Q: 外泌体给药时,如何确定合适的给药浓度和途径?不同给药方式的优缺点是什么?
A: 给药浓度通常需根据外泌体的蛋白浓度或颗粒数进行换算,建议预实验设置梯度(如 1×10⁸-1×10¹⁰颗粒 / 只小鼠)。给药途径:尾静脉注射适用于全身循环研究;腹腔注射操作简便但吸收慢;局部注射(如肿瘤原位注射)靶向性好;鼻腔 / 肺部给药适合呼吸道疾病模型,不同途径的生物分布和代谢动力学差异较大,需结合研究目的选择。
Q: 外泌体提取时,超速离心法和试剂盒法各有什么优缺点?该如何选择?
A: 超速离心法:纯度高、成本低,但操作繁琐、耗时长,对设备要求高,且可能破坏外泌体结构;试剂盒法(如 PEG 沉淀法)操作简便、通量高,但纯度较低,易残留杂蛋白和脂蛋白。选择建议:追求高纯度做电镜 / 质谱分析选超速离心法;大样本量、做 WB/qPCR 或初筛实验可选试剂盒法。
Q: 外泌体样本如何长期保存?不同保存条件对后续实验影响大吗?
A: 短期保存(1-2 周):4℃可稳定保存不超过 72 小时;长期保存建议分装后置于 - 80℃冰箱,避免反复冻融(每次冻融会导致约 10-30% 的外泌体破裂)。不同保存条件对实验影响显著:-20℃保存会导致外泌体聚集、蛋白降解,不推荐;添加 5-10% 甘油可提高冷冻稳定性,但可能影响后续电镜和 NTA 检测。
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